Daphnia magna

Tesztorganizmus neve

 Latin név

 Daphnia magna

 Magyar név

 Nagy vízibolha

 Angol név

 Water flea

Rendszertani besorolás 

 - ország

 Animalia (Állatok)

 - törzs

 Arthropoda (Ízeltlábúak)

 - osztály

 Branchiopoda (Levéllábú rákok)

 - rend

 Cladocera (Ágascsápú rákok)

 - család

 Daphniidae

 - nemzetség/nem

 Daphnia (Vizibolhák)

 - faj

 Daphnia magna (Nagy vizibolha)

Tesztorganizmus jellemzői 

 Élőhely

 Édesvíz

 Fontosabb külső jegyek

 Az állat törzsét két félből álló áttetsző héj burkolja, melyből csak a feje nyúlik ki, és lefelé egy tüskében folytatódik. Az egyedek kb. 6 mm nagyságra is megnőnek.^[13][14]

 Táplálkozás

 Egysejtű algákkal, általában Scenedesmus subspicatus vagy Chlorella vulgaris fajokkal táplálkoznak.

 Szaporodás

 Egy nőstény általában egyszerre 4–10 ivadéknak ad életet (ez időszak alatt a kikelt lárvák is nőstények).^[15] Kétféle szaporodási folyamat ismert, egyivaros (parthenogenetikus) illetve a kétivaros szaporodás. Az első esetben kialakult peték az állat hátán levő költőüregben fejlődnek kész vízibolhákká. Az embriók fejlődése az anyaállat testében akár mikroszkóp nélkül is megfigyelhető. A kétivaros szaporodáskor különleges tartós peték képződnek, melyek a költőüregben kialakuló költőtasakokban helyezkednek el. Ezek szabadba kerülnek, a víz felszínén sodródnak, és át is telelnek.

 A fiatal nőstények négy napos koruktól már minden harmadik napon tovább szaporodnak, körülbelül 40 napos életükben akár 25 alkalommal.^[15]

 Egyéb fontosabb jellemzők

 -

Szabványok és referenciák

 Szabványosított tesztmódszer?

 Igen

 Szabvány típusa, száma

• OECD/OCDE 211 (2012)^[1]; OECD/OCDE 202 (2004)^[2];
• OPPTS 850.1010^[3]; OPPTS 850.1300^[4];
• ASTM E1193 – 97 (2004)^[5];
• ISO 6341:1996^[6]; ISO 10706:2000^[7];
• MSZ 21976-18:1993^[8]; MSZ 21978-13:1985^[9]; MSZ EN ISO 6341:1998^[10]; MSZ ISO 10706:2002^[11];
• DIN 38412-11 (1982)^[12]

 Nem szabványos tesztmódszerek

 -

Környezettoxikológiai alkalmazás 

 Tesztorganizmus fenntartása

 Egysejtű algákkal táplálkoznak, általában Scenedesmus subspicatus vagy Chlorella vulgaris fajokkal. Baktériumokat és élesztőt is esznek, ezek azonban könnyen túlszaporodnak, és anaerob körülményeket alakítanak ki a tenyésztővizükben. Minimum két naponta szükséges etetni őket.

 Tenyésztővíznek bármilyen víz alkalmas. Lehet tápsókból és desztillált vízből előállított mesterséges víz, csapvíz, forrásvíz, vagy akár szűrt akváriumvíz. A táplálkozáshoz 5*10³ sejt/ml algát kell tartalmaznia.^[14]

 Szaporodásukhoz nem szükséges fény, mégis célszerű megvilágítást alkalmazni. Ezzel ugyanis elősegíthetjük az algák szaporodását, az oldott oxigén megfelelő mennyiségét, valamint megakadályozhatjuk a baktériumok elszaporodását, vagyis az anaerob körülmények kialakulását.

 Teszteléshez használt organizmus jellemzői

 Teszteléshez a laboratóriumban nevelt harmadik generáció alkalmazható.

 Tesztorganizmus érzékenysége

Vízben oldódó vegyi anyagok

 Tesztmódszer alkalmassága

Felszíni vizek, talajvizek szennyvizek toxikológiai vizsgálata.

 Tesztelés elve

Egy fajt alkalmazó, laboratóriumi, akut immobilizációs teszt

 Tesztmódszer leírása

 Daphnia szívritmus vizsgálati teszt^[16]

 Előkészítés

 Tápoldat elkészítése az alábbi kémiai jellemzőkkel:

• pH: 7,5 - 8,5
• karbonátos vízkeménység: 160 - 180 mg/l
• vezetőképesség: 250 - 600 microS/cm
• hőmérséklet: 20+/-3 °C

 Előzetesen szükséges egy 24h-s teszt elvégzése annak érdekében, hogy meghatározzuk az adott hatóanyag kivált-e valamilyen változást a tápoldat kémiai jellemzőiben, valamint hogy meghatározzuk az egyes hatóanyagok későbbi tesztek során alkalmazandó koncentráció tartományait.

 Szívverés vizsgálata

 A vizsgálandó vegyületből öt tagú hígítási sort készítünk, minden hígítási tagnál 10 tesztállatot tesztelünk 10 perc, 24 óra és 48 órás kontaktidővel. Az állatkákat vájt tárgylemezre helyezve sztereomikroszkóppal jól megfigyelhető a szívverés szám. Minden állatka szívverését 3x10 sec-ig mérjük, majd átlagoljuk. A szennyezőanyag által okozott szívverés szám csökkenést egy kontroll csoport szívverés számához viszonyítjuk. Ezáltal gátlási %-ot vagy EC20/EC50 értékeket tudunk megadni. 

 Daphnia akut immobilizációs teszt^[14]

 Előkészítés

 20-30 db több mint 7 napos, testükben embriókat hordozó anyaállatot választunk ki. A születés után 10 db 24 órás állatot különítünk el.

 125 ml-es főzőpohárba bemérjük az 50 ml vizsgálandó vízmintát, majd  belehelyezzük a 10 db 24 órás állatot. 96 órán át 20-25 °C-on 8:16 órás világos:sötét ciklusú megvilágítás mellett inkubáljuk a tesztorganizmusokat. 24 óránként megszámoljuk a mozgásképes állatokat.

1. szaporodásgátlási százalék kiszámítsa az egyes koncentráció/dózis értékekhez
2. koncentráció/dózis – válasz görbe készítése
3. a 20 és 50 %-os gátláshoz tartozó koncentráció/dózis megállapítása (EC₂₀, EC₅₀)

 Mérési végpontok

 Immobilizáció, letalitás, szívritmus mérése

 Vizsgálati végpontok

 EC₂₀, EC₅₀, LC₂₀, LC₅₀,

Pl.: [17]

Karbendazim: EC50 = 0,15 mg/L (48 órás)
Bromoxinil oktatnoát: EC50: 41-161 μg/l (48 órás)
Réz: EC50: 6,5 µg/l (48 órás)

 Méréshez szükséges műszerek

 osztályozóháló, sztereomikroszkóp

 Tesztek időigénye

 Akut teszt: 96 órás, krónikus teszt: 21 nap

Egyéb

 Megjegyzések

 A teszt előnye, hogy kivitelezése nem költséges, magának a tesztnek a környezeti- és egészségkockázata kicsi, időigénye szintén kicsi. Hátránya, hogy kényes a víz minőségére és egyes esetekben túlzott érzékenységet mutat.